Une production rare et originale...
La PFIE produit des poussins axéniques*, en isolateur.
La production de poussins axéniques ou gnotobiotiques est réalisée sur demande uniquement.
* Animal axénique : animal indemne de tout micro-organisme.
Entrepris dès 1966, parallèlement à la mise au point d’isolateurs adaptés, les travaux ayant permis d’assurer la production de poussins axéniques ont donné lieu aux premières publications en 1973 [1, 2].
Le poussin axénique est l’outil le plus fiable pour le chercheur souhaitant travailler avec un réactif animal sans passé pathologique et n’ayant subi aucun traitement (antibiotiques, vaccins…). Il permet de réaliser, entre autres, des études fondamentales de génétique bactérienne, de physiologie, d’environnement [3] et maintenant sur le microbiote.
Une production originale
Cette production de poussins au statut sanitaire bien particulier nécessite de disposer d’œufs très propres produits par des poules de statut sanitaire EOPS**, en colonie fermée et en ambiance protégée (niveau de confinement A2). Le statut sanitaire des poules est régi par un cahier des charges qui suit diverses recommandations dont celles de la Pharmacopée européenne et de l’Anses (Agence nationale de sécurité sanitaire de l’alimentation, de l’environnement et du travail) de Ploufragan.
Ces œufs subissent plusieurs désinfections du ramassage à l’introduction dans l’isolateur où les poussins vont éclore. La stérilité des poussins est contrôlée par une analyse bactériologique adaptée, réalisée à partir d’un prélèvement collectif des matières fécales.
Le personnel en charge de cette production, très qualifié, doit faire preuve à la fois d’une grande rigueur et d’un sens aigu de l’observation, à chaque étape du processus. La capacité de production est actuellement de 70 à 80 poussins axéniques, à une date programmée. Même s'il est préférable de partir d'œufs provenant d'un élevage EOPS, nous avons pu obtenir des poussins axéniques à partir d'œufs provenant d'élevage conventionnel.
** Ce statut sanitaire EOPS (Exempt d'Organismes Pathogènes Spécifiques) est défini par rapport à une liste de référence d'organismes pathogènes pour l'espèce considérée, d'où le terme "spécifique". La liste de référence utilisée est issu de notre propre cahier des charges.
Elle est disponible sur simple demande .
Une utilisation diversifiée
Les poussins axéniques sont utilisés par diverses équipes, dans différents domaines. Voici quelques exemples, avec les références correspondantes :
Bactériologie - Mise en évidence des échanges de gènes in vivo, par conjugaison (4) et ses applications : étude de transfert de plasmides entre bactéries in vivo [5] ;
Bactériologie médicale - Étude de la bactériémie expérimentale avec suivi de la diffusion bactérienne capillaire et veineuse : étude quantitative [6], hémocultures [7], étude de la clairance d’une souche pathogène isolée d’un cas de septicémie néonatale humaine [8]. L’utilisation des poussins axéniques a permis aussi d’apprécier l’effet antibactérien des immunoglobulines humaines intraveineuses (IHI) dans le cas de septicémies expérimentales [9] ;
Pathologie des infections par des souches d’E. coli pathogènes aviaires (APEC) : mise en évidence du rôle des facteurs de virulence de souches d’APEC dans la pathogénicité [10], comparaison de la capacité de colonisation de la trachée de souches d’E. coli virulentes ou non virulentes chez le poulet [11], mise en évidence de l’étape initiale de colonisation du tractus respiratoire impliquant les fimbriae type F1 d’E. coli pathogènes des volailles [12], démonstration indirecte, par la détection d’anticorps spécifiques des fimbriae, de l’expression in vivo des fimbriae de types F1 et P par les souches APEC [13], étude du rôle de fimbriae types 1, P et Stg dans la capacité de colonisation et les propriétés de pathogénicité avec un modèle de colibacillose aviaire [14, 15, 16, 17] ;
Parasitologie - Leur emploi a permis de mettre en évidence le rôle indispensable de la flore caecale dans la manifestation du pouvoir pathogène d’Eimeria tenella, parasite responsable de coccidiose chez le poulet [18] ;
Dynamique nutritionnelle – Étude de l’effet de la flore microbienne sur la digestibilité d’éléments nutritifs dont les alpha-galactosides [19] et la gomme de guar [20].
Références
[1] Schellenberg P. Production de volailles axéniques en vue de contrôles biologiques. Vè congrès international de la « World Veterinary Poultry Association », 605-606, Munich, 1973.
[2] Schellenberg P., Maillard J. Techniques d’élevage de volailles axéniques. Journées de Recherches Avicoles et Cunicoles INRA-ITAVI-WPSA , 283-285, ITAVI ED., 1973.
[3] Le Bars J. Mise au point d’un protocole pour l’obtention de poulets axéniques. Ann. Rech. vétér., 7 (4), 383-396, 1976.
[4] Lafont J.P., Bree A., Plat M. Bacterial Conjugation in the Digestive Tracts of Gnotoxenic Chickens. Appl. Environ. Microbiol., 47 (4), 639-642, 1984.
[5] Sansonetti P., Lafont J.P., Jaffe-Brachet A., Guillot J.F., Chaslus-Dancla E. Parameters Controlling Interbacterial Plasmid Spreading in a Gnotoxenic Chicken Gut System : Influence of Plasmid and Bacterial Mutations. Antimicrob. Agents Chemother., 17 (3), 327-333, 1980.
[6] Labarthe J.C., Guillot J.F., Bree A., Mouline C. Étude quantitative de la diffusion bactérienne capillaire et veineuse lors de bactériémies expérimentales chez le poulet. Ann. Inst. Pasteur/Microbiol., 137 B, 317-324, 1986.
[7] Labarthe J.C., Guillot J.F., Bree A., Thillaud A.M., Borderon J.C., Laugier J. Comparaison des hémocultures capillaires et veineuses lors de bactériémies expérimentales chez le poulet. Ann. Inst. Pasteur/Microbiol., 136 A, 227-232, 1985.
[8] Labarthe J.C., Guillot J.F., Bree A., Mouline C. Diffusion veineuse et capillaire de Enterococcus faecalis lors de bactériémies expérimentales chez le poulet. Ann. Inst. Pasteur/Microbiol., 139, 631-636, 1988.
[9] Labarthe J.C., Guillot J.F., Mouline C., Bree A. Effet des immunoglobulines humaines intraveineuses sur la clearance bactérienne et la mortalité lors de septicémies expérimentales à Escherichia coli K1 chez le poulet. Path. Biol., 39 (3), 177-181, 1991.
[10] Bree A., Dho M., Lafont J.P. Comparative Infectivity for Axenic and Specific-Pathogen-Free Chickens of O2 Escherichia coli Strains With or Without Virulence Factors. Avian Dis. 33, 134-139, 1989.
[11] Dho M., Lafont J.P. Escherichia coli Colonization of the Trachea in Poultry : Comparison of Virulent and Avirulent Strains in Gnotoxenic Chickens. Avian Dis., 26 (4), 787-797, 1982.
[12] Dozois C.M., Chanteloup N., Dho-Moulin M., Bree A., Desautels C., Fairbrother J.M. Bacterial Colonization and in vivo Expression of F1 (Type 1) Fimbrial Antigens in Chickens Experimentally Infected with Pathogenic Escherichia coli. Avian Dis., 38, 231-239, 1994.
[13] Dho-Moulin M., Bree A., Pourbakhsh S.A., Desautels C., Fairbrother J. Localisation de l’expression in vivo de fimbriae F1 et P lors de colibacillose expérimentale chez le poulet. Journées de la Recherche Avicole, 8-10 Avril, Tours, 129-132, 1997.
[14] Marc D., Arne P., Bree A., Dho-Moulin M. Colonization ability and pathogenic properties of a fim- mutant of an avian strain of Escherichia coli. Res. Microbiol., 149, 473-485, 1998.
[15] Arne P., Marc D., Bree A., Schouler C., Dho-Moulin M. Increased Tracheal Colonization in Chickens Without Impairing Pathogenic Properties of Avian Pathogenic Escherichia coli MT78 with a fimH Deletion. Avian Dis., 44, 343-355, 2000.
[16] Stordeur P., Bree A., Mainil J., Moulin-Schouleur M. Pathogenicity of pap-negative avian Escherichia coli isolated from septicaemic lesions. Microb. and Infect., 6 (7), 637-645, 2004.
[17] Lymberopoulos M.H., Houle S., Daigle F., Leveille S., Bree A., Moulin-Schouleur M., Johnson J.R., Dozois C.M. Characterization of Stg Fimbriae from an Avian Pathogenic Escherichia coli O78 :K80 Strain and Assessment of Their Contribution to Colonization of the Chicken Respiratory Tract. J. Bacteriol., 188 (18), 1-11, 2006.
[18] Lafont J.P., Yvore P., Bree A., Peloille M. Pouvoir pathogène d’Eimeria tenella et d’Eimeria acervulina chez des poulets axéniques et monoxéniques. Ann. Rech. Vétér., 6 (1), 35-42, 1975.
[19] Carre B., Bree A., Gomez J. -Galactosides are poorly digested by germ-free chickens. Reproduction, nutrition, development, 34 (6), 505-656, 1994.
[20] Maisonnier S., Gomez J., Bree A., Berri C., Baeza E., Carre B. Effects of Microflora Status, Dietary Bile Salts and Guar Gum on Lipid Digestibility, Intestinal Bile Salts, and Histomorphology in Broiler Chickens. Poult. Sci. , 82, 805-814, 2003.
